INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL TESIS


Save this PDF as:
 WORD  PNG  TXT  JPG

Tamaño: px
Comenzar la demostración a partir de la página:

Download "INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL TESIS"

Transcripción

1 INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL UNIDAD SINALOA DEPARTAMENTO DE ACUACULTURA EFECTO DE LA SALINIDAD SOBRE ALGUNAS VARIABLES BIOQUÍMICAS, INMUNOLÓGICAS, FISIOLÓGICAS Y PRODUCTIVAS DEL CAMARÓN Litopenaeus vannamei CULTIVADO EXPERIMENTALMENTE TESIS QUE PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRIA EN RECURSOS NATURALES Y MEDIO AMBIENTE PRESENTA CARLOS MIGUEL CERVANTES CERVANTES GUASAVE, SINALOA; MEXICO AGOSTO DE 2011

2

3

4

5 DEDICATORIA Dedico este trabajo a las personas que quiero en especial a mis padres: Lucrecia Cervantes Leyva y Camilo Cervantes Leal y a mi hermana Laura, quienes son los que han estado y me han brindado todo su apoyo para poder cumplir con mis objetivos. A mi corazón hermoso, gracias por el apoyo que me has brindado, gracias por soportarme pacientemente todos y cada uno de los momentos transcurridos que no han sido fácil a lo largo de este camino. Gracias, por escucharme, entenderme, alentarme y sobre todo por ser parte y permitirme compartir este logro contigo. Te amo! Libia. AGRADECIMIENTOS A Dios, por iluminar cada uno de los pasos de mi vida. Al CIIDIR-SINALOA, que atreves de sus programas de posgrado y de acuacultura, tuve la oportunidad de desarrollar el presente trabajo de investigación y alcanzar una meta más en mi vida. Al consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT), por apoyarme económicamente durante mis estudio de maestría. Al Programa Institucional de Formación de Investigadores (PIFI) por apoyarme con la beca PIFI. Un sincero agradecimiento a mis directores de tesis al Dr. Héctor Manuel Esparza Leal y al Dr. Wenceslao Valenzuela Quiñónez gracias por su amistad, apoyo y paciencia que me han brindado, por sus conversaciones amenas y sobre todo por sus regaños, los cuales me sirvieron mucho como persona. Gracias por confiar en mí.

6 A mis tutores Dr. Antonio Luna González y a la Dra. Teresa Leticia Espinosa Carreón, por su esfuerzo, dedicación y sugerencias para hacer de éste un excelente trabajo. También quiero agradecerles todos sus comentarios, en que me formaron como profesionista y sobre todo por aquellos que me hicieron mejor persona. Al Dr. Gerardo Quiroz por haberme ayudado a la revisión de esta tesis. A los M.C. Jesús Arturo Fierro Coronado y M.C Genaro Diarte Plata, gracias por su amistad que siempre ha sido muy amena, gracias por facilitarme su valioso tiempo y el enorme apoyo que me brindaron en este trabajo. Al Dr. Juan Carlos Sainz Hernández, por sus comentarios y sugerencias, A Ely Sara, por su amistad y por haberme prestado material de laboratorio, a Tino por su atención en haberme arreglado la laptop, al Abraham por su amistad y por haberme ayudado en la realización del análisis. A todos mis compañeros de generación, por su amistad y por los buenos momentos que pasamos juntos. Les agradezco mucho también a todas las personas que directamente o indirectamente me apoyaron en la realización de este experimento así como su valiosa amistad.

7 INDICE RESUMEN...I ABSTRACT...II LISTA DE FIGURAS...III LISTA DE TABLAS...IV ABREVIATURAS...V GLOSARIO...VI 1. INTRODUCCIÓN ANTECEDENTES... 3 Estrés en camarones... 3 Salinidad Variables bioquímicas... 5 Variables inmunológicas... 5 Variables fisiológicas JUSTIFICACIÓN HIPÓTESIS OBJETIVO GENERAL Objetivos específicos METODOLOGÍA Diseño experimental Organismos experimentales y aclimatación Desarrollo experimental...11

8 6.4. Toma y análisis de muestras para evaluar la condición bioquímica, inmunológica fisiológica y productiva de los organismos expuestos a diferente salinidad Análisis de las variables bioquímicas Análisis de las variables inmunológicas Análisis de las variables fisiológicas Análisis de las variables productivas Análisis estadístico RESULTADOS Variables físico-químicos del agua Temperatura, OD, ph, Nitritos, nitratos y amonio Variables bioquímicas Variables inmunológicas Variables fisiológicas Variables productivas DISCUSIÓN Variables físico-químicos del agua Variables bioquímicas Variables inmunológicas Variables fisiológicas Variables productivas CONCLUSIONES RECOMENDACIONES BIBLIOGRAFIA...40

9 RESUMEN La camaronicultura es una de las industrias de mayor crecimiento tanto a nivel mundial como nacional, pero en la última década el desarrollo de ésta se ha visto limitado por la aparición de enfermedades infecciosas provocadas principalmente por virus. Existen condiciones físico-químicas y biológicas dentro de los sistemas de cultivo que pueden provocar estrés y aumentar la susceptibilidad de los camarones a enfermedades infecciosas. Dentro de las variables físico-químicas, la salinidad es una de las más importantes, ya que además de influir en las tasas de crecimiento y supervivencia de los camarones, cambios bruscos pueden ser condicionantes de estrés. Por lo cual, se requiere ampliar el conocimiento del efecto de la salinidad sobre la fisiología del organismo a través del estudio de algunas variables bioquímicas (glucosa y proteína), inmunológicas (conteo total de hemocitos, profenoloxidasa y Fenoloxidasa), fisiológicas (índice de condición K de Fulton y índice hepatopancreático) y productivas (tasa de crecimiento y supervivencia) del camarón Litopenaeus vannamei. Durante 63 días se cultivó experimentalmente el camarón en diferentes concentraciones de salinidad (1, 10, 15, 25, 35 gl -1 ). En cada salinidad se manejaron tres réplicas y en cada réplica se sembraron 15 camarones con un peso promedio de g. Para evaluar el comportamiento de las variables mencionadas, se tomaron muestras de hemolinfa al inicio (día 1), mediados (día 30) y al finalizar el experimento (día 63). En los resultados obtenidos no se observaron diferencias significativas en las variables bioquímicas, inmunológicas, fisiológicas y productivas entre los tratamientos de salinidad. Aunque, cuando se analizó entre tiempos de muestreo si se presentó un efecto negativo en la glucosa, ya que se incrementó al finalizar el experimento. De igual manera, se observó un efecto negativo en el conteo total de hemocitos, debido a que éstos tendieron a disminuir conforme se desarrollo el experimento. Palabras clave: Litopenaeus vannamei, salinidad, variables bioquímicas, inmunológicas, fisiológicas y productivas. I

10 ABSTRACT Shrimp farming is one of the fastest growing industries both globally and nationally, but in the last decade the development of shrimp aquaculture has been limited by the occurrence of infectious diseases mainly caused by viruses. There are physicalchemical and biological terms within farming systems, that they can cause stress and accelerate the susceptibility of shrimp diseases. Among the physico-chemical variables, salinity is one of the most important, as well as influencing the growth and survival rates of shrimp, sudden changes can be conditions of stress. Hence it is necessary to amplify the knowledge of salinity about the physiology of the organism through the response of some biochemical variables (glucose and protein), immunological (total count of hemocytes, and phenoloxidase profenoloxidasa), physiological (condition index K fulton and hepatopancreatic index) and productive (growth rate and survival) of the shrimp Litopenaeus vannamei. During 63 days the shrimp was cultivated experimentally in different concentrations from salinity (1, 10, 15, 25, 35 gl-1). At each salinity were handled three repetitions, and each one, were cultured 15 shrimp of 3.5 g. To evaluate the behavior of these variables, hemolymph samples were taken at baseline (day 1), mid (day 30) and at the end of the experiment (day 63). At the results obtained, were not significant differences in biochemical variables, immunological, physiological and productivity between salinity treatments. Although, when analyzed between sampling times, whether there was a negative effect on glucose being that was increased at the end of the experiment. Similarly, it observed a negative effect on total haemocyte count, because it shows a downward trend during the course of the experiment. Keywords: Litopenaeus vannamei, salinity, biochemical parameters, immunological, physiological and productivity. II

11 LISTA DE FIGURAS Figura. 1. Diseño experimental utilizado en el presente trabajo...10 Figura. 2. Unidades experimentales utilizadas en el presente trabajo. 12 Figura. 3. Concentración de glucosa y proteína en hemolinfa del camarón Litopenaeus vannamei cultivado en diferente salinidad. Barras de error = promedio ± desviación estándar...20 Figura. 4. Concentración de glucosa y proteína a diferentes tiempos de muestreo (1 = 1 día, 2 = 30 días y 3 = 63 días) en hemolinfa del camarón Litopenaeus vannamei cultivado en diferente niveles salinidad (1, 10, 15, 25 y 35 g L -1 ). Barras de error = promedio ± desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas 21 Figura. 5. Variables inmunológicas en hemolinfa del camarón Litopenaeus vannamei cultivado a diferente de salinidad. Barras de error = promedio ± desviación estándar.22 Figura. 6. Comportamiento de algunas variables inmunológicas en hemolinfa del camarón Litopenaeus vannamei a diferentes tiempos de muestreo (1 = 1 día, 2 = 30 días y 3 = 63 días). Barras de error = promedio ± desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas..23 Figura. 7. Crecimiento en peso de Litopenaeus vannamei cultivado a diferentes concentraciones de salinidad durante 9 semanas. Se indica el peso promedio.25 Figura. 8. Supervivencia de Litopenaeus vannamei cultivado a diferentes concentraciones de salinidad durante las 9 semanas del experimento..25 Figura. 9. Relación longitud-talla-peso de Litopenaeus vannamei cultivado a diferentes salinidad (1 g L -1, 10 g L -1, 15 g L -1, 25 g L -1, 35 g L -1 ) durante las 9 semanas del experimento III

12 LISTA DE TABLAS Tabla 1. Variables físico-químicas del agua en cultivo de el cultivo de Litopenaeus vannamei a diferentes concentraciones de salinidad..19 Tabla 2. Valores de las variables fisiológicas y productivas del camarón Litopenaeus vannamei cultivado a diferente salinidad durante 63 días..24 IV

13 ABREVIATURAS ºC Grado centígrado Cl - Cloro EDTA Ácido etilendiaminotetraacético g L -1 Gramos por litro g Gramo h Hora H Hidrógeno Hepes Solución amortiguadora L Litro m L Mililitro mg L -1 Miligramos por litro mm Milímolar Na + Sodio NaCl Cloruro de sodio OD Oxígeno disuelto μl Microlitros nm Nanómetro ph Potencial de iones de hidrógeno % Porcentaje KCl cloruro de potasio V

14 Ad libitum: alimentación a saciedad. GLOSARIO ATP: es un nucleótido fundamental en la obtención de energía celular. Está formado por una base nitrogenada (adenina) unida al carbono 1 de un azúcar de tipo pentosa, la ribosa, que en su carbono 5 tiene enlazados tres grupos fosfatos. ANOVA (por sus siglas en ingles): análisis de varianza Branquias: órgano respiratorio de animales acuáticos, compuesto de filamentos laminares carnosos con extensiones llamadas lámelas. En los camarones, estas cámaras branquiales están situadas a los costados del cefalotórax. Coagulación: es una respuesta de defensa muy importante en los crustáceos, ya que es un proceso en el cual los crustáceos rápidamente sellan sus heridas del exoesqueleto previniendo la pérdida de la hemolinfa y evitando el ingreso de partículas extrañas al organismo Encapsulación: es un tipo de respuesta multicelular para eliminar partículas extrañas que no pueden ser destruidas por los mecanismos humorales. Enzima: son proteínas complejas que producen un cambio químico específico en otras sustancias, sin que exista un cambio en ellas mismas. Fagocitosis: es un mecanismo por el cual algunas células (neutrófilos y macrófagos) rodean con su membrana citoplasmática a un antígeno y lo introducen al interior celular. Fotoperiodo: es la exposición luminosa que recibe un espacio físico medido en tiempo y cantidad. Hepatopáncreas: es un órgano del aparato digestivo de artrópodos, gasterópodos y peces. Realiza las mismas funciones que en los mamíferos realizan el páncreas y el hígado. Hemocito: célula de la hemolinfa de los invertebrados. Hemolinfa: líquido circulatorio de los artrópodos, moluscos, etc. análogo a la sangre de los vertebrados. Su composición varía mucho de una especie a otra. Puede ser de diferentes colores o incluso incolora; los pigmentos suelen proceder de la alimentación o de los procesos metabólicos y no tienen ninguna función biológica, ya que el transporte de gases es independiente del aparato circulatorio. Intermuda: estadio de la ecdisis donde todo el exoesqueleto se engrosa y endurece. Hay crecimiento de tejidos y acumulación de reservas. Glucógeno: es un polisacárido de reserva energética de los animales, formado por cadenas ramificadas de glucosa; es soluble en agua, en la que forma dispersiones coloidales. Abunda en el hígado y en los músculos. VI

15 Melanización: es una manifestación común en los invertebrados, cuyo proceso comprende una serie de reacciones enzimáticas en cascada conocido como sistema profenoloxidasa. Nodulación: este es un mecanismo muy eficiente para la eliminación de partículas Patógeno: es toda aquella entidad biológica capaz de producir enfermedad o daño en la biología de un hospedero (humano, animal, vegetal, etc.) sensiblemente predispuesto. El mecanismo de la patogenicidad ha sido muy estudiado y tiene varios factores, algunos de los cuales son dependientes del agente patógeno y otros del huésped. Agente específico causante de enfermedad; como ciertos virus, bacterias, hongos, protozoarios y gusanos artrópodos. Osmorregulación: es la forma activa de regular la presión osmótica del medio interno del cuerpo para mantener la homeostasis de los líquidos del cuerpo; esto evita que el medio interno llegue a estados demasiado diluidos o concentrados. PCR (Siglas del ingles Polymerase Chain Reaction o Reacción en Cadena de la Polimerasa): metodología utilizada para producir múltiples copias de un fragmento de DNA específico que utiliza ciclos de desnaturalización del DNA molde, anillamiento con oligonucleótidos específicos y extensión de los mismos por medio de una DNA polimerasa termotolerante. K de Fulton: es un factor de condición que sirve para estimar la condición, robustez o estado de bienestar de los peces y crustáceos. Virus: agente infeccioso a celular, con una organización muy simple, formada por un complejo de proteína, la cápside y un solo tipo de ácido nucleico (DNA o RNA), carece de metabolismo independiente y solo se puede replicar en una célula hospedera. Vulnerabilidad: es una características de una persona o grupo desde el punto de vista de su capacidad para anticipar, sobrevivir, resistir y recuperarse del impacto de una amenaza natural. Zootecnia: es el conjunto de técnicas para el mejor aprovechamiento de los animales domésticos y silvestres que son útiles al hombre y cuya finalidad es la obtención del máximo rendimiento, administrando los recursos adecuadamente bajo criterios de sostenibilidad. VII

16 1. INTRODUCCIÓN La camaronicultura se destaca como una de las actividades de mayor crecimiento y expansión a nivel mundial. En México, se ha desarrollado principalmente en los estados del noroeste (Nayarit, Sonora y Sinaloa) debido a su inmejorable calidad de suelos, agua, clima, disponibilidad de postlarvas e insumos. En los estados mencionados, durante el año 2009 se registró una producción de alrededor de 128 mil toneladas con un valor aproximado de $9550 millones de pesos (CONAPESCA, 2009). La especie que más se cultiva es el camarón blanco del Pacífico Litopenaeus vannamei, debido a que su cultivo larvario no presenta mayores complicaciones y durante la engorda tolera amplios intervalos de temperatura y salinidad, además de presentar una tasa elevada de crecimiento (Martínez- Córdova et al., 1999). En la última década el desarrollo de esta actividad se ha visto afectado por el impacto de algunas enfermedades infecciosas provocadas principalmente por virus. El virus del síndrome de la mancha blanca (WSSV) ha sido el que más ha impactado, causando mortalidades en los cultivos de hasta el 100% (Esparza-Leal et al., 2009). Tanto el impacto del WSSV como el de otros patógenos se ha manifestado a la par de la intensificación de los cultivos; sin embargo, se ha avanzado más en la investigación de la zootecnia que en el área de fisiología, inmunología y ecología de los camarones (Bachère, 2000). El impacto de las enfermedades de etiología infecciosa depende de una compleja interacción entre los organismos, el ambiente en el que habitan y los patógenos a los que están expuestos (Lightner y Redman, 1998). Desafortunadamente, las enfermedades en los camarones se detectan por lo general en etapas avanzadas, cuando ya es evidente su impacto negativo en el crecimiento, comportamiento o mortalidad (Perazzolo et al., 2002). 1

17 El ambiente que prevalece en los cultivos de camarón puede generar una condición de estrés debido al cautiverio y a las fluctuaciones de los factores físicoquímicos del agua (temperatura, oxígeno disuelto, ph y salinidad), entre otras variables. Esta condición de estrés puede aumentar la vulnerabilidad de los camarones a los agentes infecciosos y/o oportunistas presentes en el agua (Le Moullac y Haffner, 2000). Aparte de la temperatura se considera que el factor abiótico que más impacta a los camarones es la salinidad, ya que esta variable afecta su crecimiento y supervivencia (Kumlu et al., 2000). Por lo que se requiere ampliar el conocimiento con respecto al efecto de esta variable en diferentes niveles de la condición de estrés que puede manifestarse bioquímica, inmunológica o fisiológicamente, información que puede servir para obtener indicadores tempranos del estado clínico del camarón y, con ello se pueden fomentar estrategias que aminoren el impacto de enfermedades infecciosas (Bachère, 2000; Perazzolo et al., 2002). En el presente estudio se investigó el efecto de diferentes salinidades (1, 10, 15, 25 y 35 g L -1 ) sobre el comportamiento de algunas variables bioquímicas (glucosa y proteína), inmunológicas (conteo total de hemocitos y fenoloxidasa) y fisiológicas (índice de condición K de Fulton e índice hepatopancreatico) del camarón L. vannamei, con el fin de aportar elementos para desarrollar estrategias que conlleven a minorar el estrés en los organismos y optimizar sus tasas de crecimiento; así como para generar indicadores de condición, que permitan detectar con oportunidad cuando los camarones se alejan de su condición óptima y se acercan a una condición de susceptibilidad. 2

18 2. ANTECEDENTES 2.1. Estrés en camarones El estrés es una alteración fisiológica que se induce por cambios ambientales (salinidad, temperatura, ph, entre otras variables) o biológicos, que aumentan la vulnerabilidad de los organismos (Stickney, 2000). Los organismos bajo cultivo están sometidos a una compleja interacción de factores de estrés; sin embargo, algunos de éstos están bajo control durante las prácticas de cultivo (Wedemeyer et al., 1996). Esto implica que mientras un factor de estrés por si solo pareciera ser inofensivo, la presencia combinada de varios factores dentro de un mismo lapso de tiempo impide que los organismos tengan un periodo de recuperación, afectando consecuentemente su salud (Barton y Iwama, 1991). Cuando los estímulos estresantes se presentan en lapsos de tiempo prolongados o continuos (de varios días a semanas), aunque no sean necesariamente intensos, la respuesta al estímulo se conoce como estrés crónico. En contraste, cuando los estímulos son puntuales (de minutos a horas), la respuesta se considera como estrés agudo. Las respuestas primarias y secundarias de ambos son normalmente rápidas y fácilmente detectables (Livingstone, 1985) Salinidad La salinidad es un factor ambiental muy importante en la acuacultura (Pequeux, 1995), ya que sus fluctuaciones impactan en varios procesos metabólicos de los organismos marinos (Chen y Nan, 1995). El intervalo óptimo de esta variable para el crecimiento y supervivencia del L. vannamei fluctúa entre 15 y 26 g L -1, sin embargo, éste puede ser cultivado exitosamente a bajas 3

19 y altas salinidades (Boyd, 1989; Robertson et al., 1993; Bray et al., 1994). Pérez- Velázquez et al. (2007) reportaron que los camarones expuestos a salinidades de 2, 35 y 50 g L -1, presentan menor crecimiento en 50 y mayor en 2 g L -1. Lo que puede estar relacionado con el incremento en los requerimientos metabólicos, modificaciones en la utilización de nutrientes, decrecimiento en el uso del alimento, cambios adversos en la calidad o cantidad del alimento natural, entre otros factores (Robertson et al., 1993; Rosas et al., 1999). Uno de los procesos que afectan significativamente la reserva energética de los organismos, al ser expuestos a diferentes salinidades, es la osmoregulación. Éste es un proceso importante en la adaptación ambiental de la mayoría de los crustáceos (Pequeux, 1995; Tantulo et al., 2007). Por lo que se ha estudiado la correlación entre la tolerancia a salinidad y la habilidad para osmorregular durante la ontogenia y su relación a adaptaciones ecológicas en crustáceos (Charmantier et al., 1988; Palacios et al., 2004). La habilidad para osmorregular en términos de la capacidad de osmoconformar está determinada por la diferencia entre la osmolalidad de la hemolinfa y la osmolalidad del medio (Lignot et al., 2000; Tantulo et al., 2007). El balance osmótico en los camarones se modifica debido a que utiliza más energía para la osmoregulación y canaliza menos energía para el crecimiento. A nivel de cultivo, los camarones se exponen a variaciones de salinidad debido a la lluvia, evaporación o cuando se cultivan en agua de pozo de baja salinidad (Hurtado et al., 2006). Cuando los camarones se exponen a bajas salinidades, tienen que confrontar la pérdida pasiva de iones de Na + y Cl -, mediante ingreso activo de iones Na + del agua e intercambiándolo por H + a nivel de la membrana apical de las células osmorregulatorias (Palacios et al., 2004). Se ha estudiado ampliamente el balance iónico de los camarones peneidos debido a que durante un tiempo se consideró que la salinidad de los estanques de cultivo debería coincidir con el 4

20 punto isosmótico, para disminuir el costo energético asociado a la regulación iónica y osmótica. Sin embargo, en muchos casos el mejor crecimiento se ha observado en una salinidad distinta a la de su punto isosmótico, lo cual ha generado una controversia alrededor del costo energético de los mecanismos osmorreguladores y su relación con el metabolismo (Brito et al., 2000) Variables bioquímicas Las variables bioquímicas tales como la glucosa y proteínas pueden indicar el potencial de crecimiento de los camarones (Castille et al., 1993). Los crustáceos utilizan los carbohidratos, principalmente glucosa, para obtener energía (ATP), ya sea a partir de su dieta (absorción), hidrolizando su reserva de glucógeno (glucogenólisis) y por formación de glucosa a partir de otras fuentes como glicerol o aminoácidos (gluconeogénesis), entre otras (Stryer, 1990). También, los crustáceos tienen la capacidad de sintetizar carbohidratos a partir de proteínas (Rosas et al., 2001a). Las proteínas no son sólo una fuente de energía metabólica, sino que son el constituyente relativamente más abundante en los crustáceos, juegan un papel importante en el transporte de otras moléculas, son mediadores y catalizadores de reacciones químicas (enzimas) y constituyen el grupo más numeroso de hormonas (Stryer, 1990). Tanto el nivel de glucosa (Hall y van Ham, 1998; Racotta y Palacios, 1998; Palacios, 2000), como la concentración de proteínas totales (Sánchez et al., 2001; Pascual et al., 2003) se han propuesto como indicadores de estrés y salud para diferentes especies de crustáceos Variables inmunológicas El sistema inmune incluye un conjunto de mecanismos que permiten el reconocimiento de lo propio y lo extraño con el objetivo de proteger la integridad biológica del individuo. Estos mecanismos involucran el reconocimiento del invasor, así como la presencia de un sistema efector que elimina cualquier elemento que afecte dicha integridad (Bayne, 2003). A consecuencia de esto los 5

21 camarones han desarrollado a lo largo de su evolución un sistema de defensa para protección, el cual consiste de un sistema inmune innato (Vargas-Albores y Yepiz-Plascencia, 1998; Roch, 1999; Hoffman y Reichhart, 2002). Éste sistema inmune se llama innato porque consiste en una línea de defensa no específica (Mallon et al., 2003; Fujita et al., 2004), que incorpora elementos de diferenciación celular, protección contra estrés oxidativo y numerosas moléculas que permiten el reconocimiento cuyo objetivo es eliminar lo no propio (Vorbach et al., 2003). El sistema inmune innato de los invertebrados ha sido subdividido en celular y humoral (Smith y Chisholm, 1992; Lavine y Strand, 2002). La defensa celular se refiere a las respuestas mediadas por los hemocitos (células sanguíneas de los invertebrados) tales como fagocitosis, nodulación y encapsulación (Lavine y Strand, 2002). Mientras que las reacciones humorales comprenden distintas moléculas solubles, tales como los componentes del sistema profenoloxidasa (Söderhäll et al., 1996), proteínas involucradas en la coagulación de hemolinfa (Sritunyalucksana y Söderhäll, 2000) y moléculas asociadas al reconocimiento de agentes extraños (Vargas-Albores y Yepiz-Plascencia, 2000). En los invertebrados, los hemocitos son los efectores primarios de la inmunidad celular no específica. El número de hemocitos circulantes puede variar y disminuir drásticamente durante una infección (Söderhäll y Cerenius, 1992), el estrés ambiental (Johansson et al., 2000) o debido a la actividad endócrina durante el ciclo de muda (LeMoullac y Haffner, 2000). En los crustáceos, los hemocitos se producen en el tejido hematopoyético, que está situado en la porción dorsal y dorso-lateral del estómago, alrededor de la arteria antenal y en la base de los maxilípedos. Se han caracterizado tres tipos de hemocitos en base a criterios morfológicos y funcionales: hialinos, semigranulares y granulares (Johansson et al., 2000). 6

22 En crustáceos, la melanización está regulada por una cascada de reacciones enzimáticas conocida como sistema profenoloxidasa (profo). Este sistema puede ser activado en forma natural por componentes microbianos tales como ß-glucanos de hongos y los peptidoglicanos y lipolisacáridos bacterianos (Vargas-Albores, 1995). Durante su activación, la profo se convierte en Fenoloxidasa (FO), por acción de una proteinasa llamada enzima activadora de la profenoloxidasa. Ésta se encuentra inactiva en el interior de los gránulos de los hemocitos y se activa después de su liberación en presencia de calcio plasmático. La FO promueve la oxidación de fenoles a quinonas, que se polimerizan de manera no enzimática formando depósitos insolubles de melanina, que pueden ser observados como manchas oscuras en el caparazón de los camarones. La melanina también está implicada en los procesos de esclerotización y reparación de daños en la cutícula (Sritunyalucksana y Söderhäll, 2000) Variables fisiológicas Los índices fisiológicos tales como el índice de condición de K de Fulton (IC) y el índice hepatopancreatico (IHP) pueden ser indicadores de una condición de estrés a nivel biológico y con ellos se puede evaluar y predecir los efectos que causan las modificaciones ambientales, antes de que se presente un daño irreversible (McCarthy y Shugart, 1990). El IC y el IHP, son indicadores biológicos que se han adoptado en los últimos años para medir el efecto del estrés (Silveira, 2005). En los camarones, el IC lo definieron para establecer comparaciones entre dos o mas grupos de organismos, su valor puede fluctuar entre 0 y 1 (Ricker, 1975). El IHP lo definieron como la relación del peso del hepatopáncreas con el peso corporal total, el valor resultante permite inferir el posible estado nutricional de los organismos; un mayor valor de IHP indica una mejor condición nutricional de los camarones (Collins y Anderson, 1995). 7

23 3. JUSTIFICACIÓN En México, la presencia de las enfermedades en los cultivos de camarón representa una de las principales limitantes para el desarrollo de camaronícultura y, estas se potencian cuando los organismos se someten a estrés por diferentes variables bióticas y abióticas, ya que el estrés juega un papel crucial en la susceptibilidad de estos a las enfermedades infecciosas y no infecciosas. Por lo que conocer la variación de los parámetros bioquímicos, fisiológicos y inmunológicos en condiciones de estrés como respuesta a la exposición a diferentes salinidades puede aportar datos para establecer índices de condición de salud de los organismos, que permitan detectar con oportunidad cuando los camarones se alejan de una condición óptima y se acercan a una condición de susceptibilidad. Tal información es importante para optimizar las tasas de crecimiento y supervivencia de este crustáceo, que permitan incrementar el margen de utilidad en la industria camaronícola. 8

24 4. HIPÓTESIS La exposición del camarón L. vannamei a diferentes concentraciones de salinidad altera su condición bioquímica, inmunológica, fisiológica e influye en su tasa de crecimiento y supervivencia. 5. OBJETIVO GENERAL Evaluar el efecto de diferentes concentraciones de salinidad (1, 10, 15, 25 y 35 g L -1 ) sobre algunas variables bioquímicas, inmunológicas, fisiológicas y productivas del camarón L. vannamei cultivado experimentalmente Objetivos específicos Evaluar el comportamiento, a nivel bioquímico, de la glucosa y la proteína en L. vannamei cultivado a diferentes salinidades Evaluar el comportamiento inmunológico (conteo total de hemocitos, profenoloxidasa y Fenoloxidasa) en el camarón L. vannamei cultivado a diferentes salinidades Evaluar el comportamiento fisiológico (índice de condición de k de Fulton e índice hepatopancreatico) en el camarón L. vannamei cultivado a diferentes salinidades Evaluar las tasas de crecimiento y supervivencia del camarón L. vannamei en diferentes concentraciones de salinidad y su relación con indicadores de condición. 9

25 6. METODOLOGÍA 6.1. Diseño experimental Con el fin de determinar el efecto de diferentes concentraciones de salinidad, sobre el comportamiento de algunas variables bioquímicas, inmunológicas, fisiológicas y productivas, en condiciones de temperatura y fotoperiodo natural, se cultivó experimentalmente camarón L. vannamei durante 63 días, bajo cinco condiciones: T 1 = 1 g L -1, T 2 = 10 g L -1, T 3 = 15 g L -1, T 4 = 25 g L - 1 y T 5 = 35 g L -1, con tres réplicas por tratamiento (Fig. 1). Fig. 1. Diseño experimental utilizado en el presente trabajo Organismos experimentales y aclimatación Se obtuvieron 700 organismos juveniles de L. vannamei de una granja comercial (3.0±0.5 g), libres del virus del síndrome de la mancha blanca (WSSV). Los animales se sembraron en una tina (4000 L) con recirculación semicerrada, 10

26 aireación constante y alimentación ad libitum (dos veces por día: 08:00 y 16:00 h) hasta que alcanzaron un peso promedio de (4.0±1.0 g). Una vez alcanzado este peso, los organismos se aclimataron a las salinidades (1, 10, 15, 25 ó 35 g L -1 ) en lotes de 60 organismos por salinidad. La razón de aclimatación fue de 2 g L -1, disminuyendo la salinidad cada media hora hasta llegar a la salinidad deseada. Una vez realizada la aclimatación se les dió un reposo por 24 horas para posteriormente ser usados en bioensayo Desarrollo experimental Una vez aclimatados, los camarones se sembraron a razón de 15 organismos por réplica (manejando tres réplicas por tratamiento). La unidad experimental para cada réplica fue un recipiente de plástico de 100 L de capacidad con 70 L de agua. El peso de los organismos sembrados fluctuó entre 4.5±0.5 g. Los organismos se mantuvieron nueve días en el sistema experimental previo a la primera toma de muestra. Durante el desarrollo experimental, los camarones se alimentaron dos veces por día (08:00 y 16:00 h) con alimento comercial (Camaronina 35%) al ad libitum iniciando con el 10% de su biomasa, disminuyendo o incrementando dicho valor en respuesta al consumo. Como cada unidad experimental se manejó sin recirculación de agua, para mantener una buena calidad de ésta, se mantuvo con aireación constante y cada 8 días se les realizó una limpieza por sifoneo y recambio de agua del 30%. Además, diariamente se monitoreó la concentración de oxigeno disuelto (OD), la temperatura y el ph. Cada 15 días se tomaban muestras por cada réplica para evaluar la concentración de amonio, nitritos y nitratos, utilizando las técnicas propuestas por Strickland y Parson (1972). 11

27 Fig. 2. Unidades experimentales utilizadas en el presente trabajo Toma y análisis de muestras para evaluar la condición bioquímica, inmunológica y fisiológica de los camarones expuestos a diferente salinidad. Se realizaron tres tomas de muestras de los camarones contenidos en las réplicas de cada uno de los tratamientos: al inicio del trabajo experimental (día 1, muestreo 1), a mediados (día 30, muestreo 2) y al finalizar (día 63, muestreo 3). Para evaluar la condición bioquímica e inmunológica se obtuvo hemolinfa de los organismos experimentales de acuerdo al siguiente procedimiento: Cuando los organismos tenían 12 horas de ayuno, se tomaron dos camarones de cada una de las réplicas de los tratamientos. Al primer organismo de cada réplica se le extrajo 100 μl de hemolinfa con jeringas para insulina (1 ml, 27G x 13 mm) de la parte ventral que comprende el primer segmento de los pleópodos, ligeramente anterior al poro genital. Previo a ser usadas, las jeringas se lavaron y se les adicionó como anticoagulante SIC-EDTA (NaCl 450 mm, KCl 10 mm, Hepes 10 mm, EDTA 10 mm, ph 7.3), previamente enfriado a 4 C, para mantener una proporción de dos volúmenes de SIC-EDTA por cada volumen de hemolinfa (Vargas-Albores et al., 1993). Al extraer la hemolinfa, se evitó la 12

28 formación de burbujas en la jeringa, ya que éstas aceleraran el proceso de coagulación y con ello pueden ocasionar una alteración de sus componentes. Posteriormente, a los dos camarones se les cortó el último segmento del abdomen junto con los urópodos para identificar el estadio de muda a través de la observación directa del crecimiento de setas (Robertson et al., 1987) con ayuda de un microscopio óptico. Una vez extraída la hemolinfa, ésta se colocó en tubos Eppendorf de 1500 μl de capacidad pre-enfriados a 4 C, éstos se colocaron en una hielera que contenía hielo molido. Posteriormente, las muestras se centrifugaron a 800 g por 4 min a 4 C, después el plasma se pasó a otro tubo con el fin de utilizarlo para evaluar la Fenoloxidasa (FO) y el sobrante se almacenó a -20 ºC para analizar posteriormente la concentración de proteínas. La pastilla de hemocitos se utilizó para obtener el sobrenadante del lisado de hemocitos (SLH) y realizar el análisis de la actividad de la Fenoloxidasa por activación de la profenoloxidasa (profo) contenida en los gránulos citoplamáticos. El segundo camarón de cada réplica se utilizó para realizar el conteo total de hemocitos y analizar la concentración de glucosa. Se extrajeron 100 μl de hemolinfa como en el párrafo anterior. La hemolinfa se colocó en tubos Eppendorf y se mezcló para tomar 50 μl con el fin de realizar el conteo total de hemocitos. Posteriormente, las muestras se centrifugaron a 800 g por 4 min a 4 ºC y el plasma se paso a otro tubo donde fue almacenado a -20 ºC para después analizar la concentración de glucosa Análisis de las variables bioquímicas La concentración de glucosa se determinó de acuerdo al método GOD-PAP (Randox, Crumlin, Reino Unido) utilizando el procedimiento descrito en el kit comercial, el cual consiste en la oxidación enzimática (glucosa oxidasa) de la glucosa con la liberación de peróxido de hidrógeno que a su vez reacciona con 13

29 fenol y 4-amino fenazona en presencia de una peroxidasa, dando un cromógeno rojo violeta de antipirilquinonimina, que es proporcional a la cantidad de glucosa contenida en la muestra. Para dicho análisis se colocaron 20 μl del plasma sin diluir en una microplaca. Posteriormente, se agregaron 200 μl de la ón soluci reactiva, mismas que se dejaron reaccionar por 30 min a temperatura ambiente. Transcurrido el tiempo de reacción, las microplacas se colocaron en un lector de microplacas (Stat Fax 2100 awareness technology, USA) y las absorbancias se midieron a una longitud de onda de 490 nm. La curva de calibración se elaboró a partir de una solución estándar que tenia una concentración de 100 mg dl -1 (5.5 mmol L -1 ). Para elaborar la curva de calibración, se utilizaron las siguientes concentraciones: , 50.00, 25.00, 12.50, 6.25, 3.12, 1.56, 0.17 mg dl -1. Como solución blanco se utilizó la solución salina isotónica para crustáceos SIC- EDTA (NaCl 450 mm, KCl 10 mm, Hepes 10 mm, EDTA 10 mm, ph 7.3; Vargas- Albores et al., 1993). La concentración de proteínas se determinó de acuerdo al método de Bradford (1976) adaptado a microplaca (Racotta y Palacios, 1998). Este método se basa en la reacción de los grupos amino libres con el azul de Comassie en presencia de ácido fosfórico y etanol produciendo un compuesto colorido. Primeramente, se realizó una dilución 1:200 del plasma con SIC-EDTA. A partir de esta dilución se colocaron 50 μl en una microplaca. Posteriormente, se agregaron 200 μl de la soluci ó n reactiva de Bradford (Bio-Rad, ; Hercules, CA, USA), mismas que dejaron reaccionar por 10 min a temperatura ambiente. Transcurrido el tiempo de reacción, las microplacas se colocaron en un lector de microplacas (Stat Fax 2100) y las absorbancias se midieron a una longitud de onda de 595 nm. La curva de calibración se realizó a partir de una solución de albúmina sérica bovina (Sigma, A-3912; St. Louis, MO, USA) con las siguientes concentraciones: 1.000, 0.500, 0.250, 0.125, 0.062, mg ml -1. Como solución blanco se utilizó SIC-EDTA. 14

30 Variables inmunológicas Se usó la hemolinfa extraída del segundo organismo de cada réplica para realizar el conteo total de hemocitos, utilizando una cámara de Neubauer (Hausser Scientific, Horsham, PA, USA) que tiene una retícula de 0.01 mm. Se tomaron 50 µl de hemolinfa y se mezclaron con 150 µl de una solución de formol al 4%. A partir de esta dilución, utilizando un microscopio óptico, se realizaron 2 conteos de hemocitos por cada caso. Para determinar la actividad de la FO, se usó el plasma de la hemolinfa del primer camarón de cada réplica de los tratamientos, que se obtuvo después de la centrifugación a 800 g por 4 min a 4 C. En cada caso, el paquete celular que se formó en el fondo, se lavo con 1 ml de SIC EDTA. Posteriormente, cada muestra lavada se centrifugó a 800 g por 4 min a 4 C y el sobrenadante se desechó. Al paquete celular, se le adicionaron 300 µl de cacodilato de sodio (10 mm, ph 7) enfriado en hielo y, se centrifugó a 14,000 g por 10 min a 4 C, para romper las células y obtener el SLH. El SLH y el plasma se mantuvieron en hielo (4 C) para realizar los análisis de la actividad de la FO. La medición de la actividad de la FO en plasma y FO en SLH (profo) se realizó utilizando la técnica descrita por Hernández-López (2001). La actividad de la FO en plasma se midió espectrofotométricamente por la formación de dopacromo a partir de L-dihidroxifenilalanina (L-Dopa), utilizando el siguiente procedimiento: a 50 µl de muestra se le adicionaron 50 µl de búfer de cacodilato (10 mm, ph= 7) y 50 µl de L-Dopa (3 mg ml -1 en agua destilada). Esta solución se incubó durante 30 min a 37 C, en un lector de microplacas (Stat Fax 2100) se determinó la absorbancia a 492 nm. Para evaluar la actividad de la FO en SLH (profo), a 50 µl de la muestra de SLH se le añadieron 50 µl de tripsina (0.1 mg ml -1 en agua destilada) para activar la proenzima (profo) y convertirla en FO (procedimiento ya descrito) y realizar el análisis espectrofotométrico. En cada caso 15

31 analizado, se utilizó una solución blanco utilizando en lugar de la muestra agua destilada. La actividad de la FO se midió como se describió anteriormente y se expresó como el cambio en la absorbancia a 492 nm x min x la concentración de proteína en mg. La actividad de la FO y la profo disponible en cada muestra se calculó de la siguiente forma: FO total = FO + FO activada con tripsina profo = FO total - FO Análisis de las variables fisiológicas Para los organismos de cada réplica, se determinó el índice de condición K de Fulton (Richer, 1975) y el índice hepatopancreatico (IHP; Collins y anderson, 1995). Para el primer caso, se utilizó el peso y longitud total de todos los organismos, cuyos valores se obtuvieron mediante el uso de una balanza granataria (Ohaus AS200 FL, USA) y una regla, respectivamente. El índice se determinó usando la siguiente formula: K de Fulton = (Peso total / longitud total del camarón ^3) x 100 Para evaluar el IHP, de cada réplica de los tratamientos se tomaron dos camarones a los cuales se les extrajo el hepatopáncreas para pesarlo. Para calcular el índice se utilizó la siguiente fórmula: IHP= (peso del hepatopáncreas / peso total del camarón) x

32 6.5. Análisis de las variables productivas Semanalmente, se registró el peso y longitud total de los organismos de cada tratamiento, para determinar la tasa de crecimiento y relación longitud-peso utilizando las siguientes formulas: T c = (P F P I / t) Donde T c es la tasa de crecimiento, P F y P I es el peso promedio final e inicial, respectivamente, y t es el tiempo. La relación total de longitud-peso para las diferentes longitudes se calculó usando el siguiente modelo potencial: P o= a (Lt) b Donde P o es el peso del organismo en g; L t es la longitud total en cm, a y b son los coeficientes de ajuste que sirven para determinar si el crecimiento es isométrico o alométrico en la relación talla-peso. La supervivencia se calculó usando la siguiente formula: S= (T I / T F )*100 Donde S es la supervivencia, T I y T F son igual a la cantidad de organismos iníciales y finales, respectivamente. 17

33 6.6. Análisis estadístico Los análisis estadísticos se realizaron con el programa STATISTICA 7, utilizando un nivel de significancia de P < Las variables bioquímicas, inmunológicas, fisiológicas y productivas se analizaron con un ANOVA y estadística descriptivas, comparando los resultados entre las diferentes salinidades y diferentes tiempos de muestreo. 18

34 7. RESULTADOS 7.1. Variables físico-químicos del agua Temperatura, OD, ph, nitritos, nitratos y amonio El presente estudio se realizó bajo condiciones ambientales del laboratorio, y durante el desarrollo experimental no se presentaron diferencias significativas entre la temperatura de los tratamientos (P > 0.05). La temperatura promedio general del agua fue de 27.25± C, en lo que corresponde al comportamiento de la concentración de OD y ph durante el desarrollo experimental desde el inicio del experimento los niveles de OD se mantuvieron constantes manteniéndose en un promedio de 5.0 ± 0.07 mg L -1, al igual que el ph que se mantuvo en un promedio de 7.9 ± 0.1. No se presentaron diferencias significativas entre tratamientos (P > 0.05) (Tabla 1). Durante el desarrollo experimental no se presentaron diferencias significativas en la concentración de nitritos, nitratos y amonio entre las diferentes concentraciones de salinidad, ni entre muestreos (P > 0.05). La concentración promedio de nitritos, nitrato y amonio fue de 0.02 ± 0.005, 1.23 ± 0.01 y ± mg L -1, respectivamente (Tabla 1). Tabla 1. Variables físico-químicas del agua en cultivo de el cultivo de Litopenaeus vannamei a diferentes concentraciones de salinidad. 1 g L g L g L g L g L -1 S Temperatura 26.84± ± ± ± ±2.10 NS Oxigeno disuelto 5.00± ± ± ± ±0.07 NS ph 8.01± ± ± ± ±0.12 NS Nitritos 0.02± ± ± ± ±0.01 NS Nitratos 1.24± ± ± ± ±0.19 NS Amonio 0.01± ± ± ± ±0.00 NS Resultados del ANOVA (diferentes salinidades: S), NS: no significativo. Se muestran los valores promedio ± desviación estándar. El cultivo duró 63 días. 19

35 7.2. Variables bioquímicas En la figura 5 se presenta la concentración de glucosa y proteína de los diferentes niveles de salinidad para cada uno de los tres muestreos. No se presentaron diferencias significativas en la concentración de glucosa y proteína en hemolinfa entre las concentraciones de salinidad para ninguno de los muestreos (P > 0.05). La concentración de glucosa fluctuó de 9.46 ± 4.60 (muestreo 2 en 1 g L -1 ) a ± 5.83 mg dl -1 (muestreo 3 en 10 g L -1 ) y la de proteína de ± (muestreo 1 en 1 g L -1 ) a ± mg ml -1 (muestreo 3 en 25 g L -1 ). En el análisis para los diferentes tiempos de muestreo, si se presentaron diferencias significativas entre la concentración de glucosa en el muestreo 1 y 2 (P < 0.05), así como entre el 2 y 3 (P < 0.05). De igual manera, la concentración de proteína presentó diferencias significativas entre el muestreo 1 con el 2 y 3 (P < 0.05) (Fig. 6). Fig. 3. Concentración de glucosa y proteína en hemolinfa del camarón Litopenaeus vannamei cultivado en diferente salinidad. Barras de error = promedio ± desviación estándar. 20

36 Fig. 4. Concentración de glucosa y proteína a diferentes tiempos de muestreo (1 = 1 día, 2 = 30 días y 3 = 63 días) en hemolinfa del camarón Litopenaeus vannamei cultivado en diferente niveles salinidad (1, 10, 15, 25 y 35 g L -1 ). Barras de error = promedio ± desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas Variables inmunológicas En figura 5 se presenta un resumen de los valores promedio de las variables inmunológicas. No existen diferencias significativas en el conteo total de hemocitos, la actividad de la FO, profo y Fo total entre las concentraciones de salinidad para ninguno de los muestreos (P > 0.05). Cuando se realizó un análisis entre los diferentes tiempos de muestreo, sí se presentaron diferencia significativas en el conteo total de hemocitos entre el muestreo 1 con el 2 y 3 (P < 0.05), pero no se presentaron diferencias en la actividad de la FO, profo y FO total (P > 0.05; Fig. 6). El conteo total de hemocitos fluctuó entre 9.18 ± 2.43 (muestreo 3 en 10 g L -1 ) y ± 4.34 células x 10 6 m L -1 (muestreo 1 en 25 g L - 1 ); la actividad de la FO entre ± (muestreo 2 en 10 g L -1 ) y ± (muestreo 1 en 35 g L -1 ); la actividad de la profo entre ± (muestreo 2 en 10 g L -1 ) y ± (muestreo 3 en 1 g L -1 ) y la de la FO total entre ± (muestreo 2 en 10 g L -1 ) y ± (muestreo 3 en 35 g L -1 ). 21

37 Fig. 5. Variables inmunológicas en hemolinfa del camarón Litopenaeus vannamei cultivado a diferente de salinidad. Barras de error = promedio ± desviación estándar. 22

38 Fig. 6. Comportamiento de algunas variables inmunológicas en hemolinfa del camarón Litopenaeus vannamei a diferentes tiempos de muestreo (1 = 1 día, 2 = 30 días y 3 = 63 días). Barras de error = promedio ± desviación estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas. 23

39 7.4. Variables fisiológicas El índice de condición e IHP del camarón L. vannamei no presentaron diferencias significativas entre las diferentes concentraciones de salinidad (P > 0.05; Tabla 2). El menor valor del índice de condición se registró en la salinidad de 10 g L -1 (0.69±0.06) y el mayor en la de 1 g L -1 (0.73±0.06), El menor valor en el IHP se presentó en la salinidad de 10 g L -1 (3.26±0.35) y el mayor en la de 25 g L -1 (3.99±0.25). Tabla 2. Valores de las variables fisiológicas y productivas del camarón Litopenaeus vannamei cultivado a diferente salinidad durante 63 días. Variables 1 g L g L g L g L g L -1 S Fisiologicas Índice de condicion Índice hepatopancreatico 0.73± ± ± ± ±0.02 NS 3.50± ± ± ± ±0.49 NS Productivas Tasa de crecimiento 0.78± ± ± ± ±0.1 NS Peso promedio final 10.74± ± ± ± ±0.5 NS Resultados del ANOVA (diferentes salinidades: S), NS: no significativo. Se muestran los valores promedio ± desviación estándar Variables productivas En la tabla 2 se presentan los resultados de las tasas de crecimiento de L. vannamei. No se registraron diferencias significativas entre los tratamientos (P > 0.05). La menor tasa de crecimiento se presentó en la salinidad de 10 g L -1 (0.53±0.2 g semana -1 ) y la mayor en la de 1 g L -1 (0.78±0.1 g semana -1 ). En la tabla 2 y figura 7 se presentan los resultados del crecimiento en peso oromedio final del. vannamei. No se registraron diferencias significativas entre los tratamientos (P > 0.05). El menor peso promedio se presentó en la salinidad de 10 g L -1 (9.20±0.7 g semana -1 ) y el mayor en la de 1 g L -1 (10.74±0.1 g semana -1 ). 24

40 Fig. 7. Crecimiento en peso de Litopenaeus vannamei cultivado a diferentes concentraciones de salinidad durante 9 semanas. Se indica el peso promedio. La supervivencia promedio de L. vannamei se muestra en la figura 8. Fig. 8. Supervivencia de Litopenaeus vannamei salinidad durante las 9 semanas del experimento. cultivado a diferentes concentraciones de Como se muestra en la figura 8, la menor supervivencia de L. vannamei se presentó en la salinidad de 10 g L -1, con una mayor supervivencia en 25 y 35 g L -1. En la figura 9 se muestran, en el modelo potencial, los valores del coeficiente de determinación (R 2 ) para la relación longitud-peso, mostrando, con el ajuste apropiado, una tendencia similar a la presentada en la tasa de crecimiento, 25

41 según la variabilidad observada en cada salinidad. El valor mínimo optenido fue (10 g L -1 ) y el valor máximo de (1 g L -1 ). En lo que corresponde al exponente (b) no presentó una tendencia similar a la tasa de crecimiento, presentando un crecimiento isométrico con un valor de (t=2.06; 15 g L -1 ) y (t=0.93; 25 g L -1 ), un crecimiento alométrico positivo de (t=4.32; 1 g L - 1 ), (t=3.39; 10 g L -1 ) y (t=13.31; 10 g L -1 ). 26

42 Fig. 9. Relación longitud-talla-peso de Litopenaeus vannamei cultivado a diferentes salinidad (1 g L -1, 10 g L -1, 15 g L -1, 25 g L -1, 35 g L -1 ) durante las 9 semanas del experimento. 27

Sitemap